Dans cet entretien, Cerba Research décrit comment ses équipes ont pu détecter des cellules T mémoire résidentes dans des tumeurs solides grâce à l’immunofluorescence multiplex.
Sommaire
Pouvez-vous commencer par expliquer comment les lymphocytes T agissent comme des cellules effectrices et pourquoi cela est important ?
Les cellules T sont des cellules effectrices immunitaires essentielles et se voient attribuer le statut de cibles privilégiées pour l’immunomodulation. Les lymphocytes T peuvent être classés en lymphocytes T effecteurs (Teff) ou T régulateurs (Treg).
Les cellules Teff facilitent des réponses immunitaires optimales contre les microbes envahisseurs et les antigènes tumoraux. Dans des conditions homéostatiques, les Tregs favorisent la tolérance périphérique.
Cependant, les Tregs peuvent provoquer la suppression des fonctions des cellules Teff dans les tumeurs. Les interactions complexes entre Teff et Treg déterminent le résultat des réponses immunitaires spécifiques à la tumeur. Une survie favorable dans plusieurs types de cancer a été associée à des rapports élevés de cellules Teff sur Treg, comme établi par diverses méthodes telles que la cytométrie en flux ou l’immunohistochimie sur des coupes en série.
L’immunofluorescence multiplex donne un avantage technique en permettant la détection de la co-expression et de l’organisation spatiale de plusieurs cibles au sein d’une architecture tissulaire préservée sur une seule lame.
Quel était l’objectif principal de votre étude ?
L’objectif principal était de démontrer l’utilité de l’HISTOPROFILE d’Histalim® -Panneau d’immunofluorescence multiplex Treg humain et souris pour identifier les cellules Treg et Teff sur place.
Quelles méthodes ont été utilisées ?
Tout au long de l’étude, diverses méthodes ont été appliquées, y compris la conception de panel et la validation des cibles et le protocole de multiplexage séquentiel avec Opal® (Akoya Biosciences) fluorophores sur le BOND RX® (Leica) coloration de lames.
Des images multispectrales d’un modèle de xénogreffe dérivée du patient (PDX) murin sous-cutané, de microréseaux de tissus humains et de tumeurs de carcinome pulmonaire non à petites cellules (NSCLC) ont été acquises avec le VECTRA® Scanner de lames PolarisTM (Akoya Biosciences).
Pourriez-vous expliquer comment la validation du panneau est effectuée ?
La validation du panel est effectuée à l’aide d’une comparaison de coloration simplex et multiplex. Les lames simplex ont été colorées pour les biomarqueurs individuels dans un protocole simplex et comparées à une section en série colorée avec le multiplex IHC.
La concordance de coloration entre la lame multiplex et les lames simplex a été déterminée en exécutant l’analyse avec HALO® après déconvolution multispectrale. Le pourcentage de cellules positives de la lame simplex a été comparé à la lame multiplex donnant des résultats satisfaisants pour HISTOPROFILE® -Panneaux Treg.
Quels ont été les résultats obtenus au cours de l’étude ?
Après avoir appliqué l’histoprofil®-Panel humain Treg sur trois tissus de carcinome pulmonaire non à petites cellules (NSCLC) à l’aide du Leica Bond RX, des images multispectrales ont été capturées à l’aide du Vectra Polaris.
Nous avons déconvolué les images acquises avec le logiciel INFORM, nous permettant de détecter les cellules double positives CD3/CD8 et les Tregs (CD3+, CD4+, CD25+, FoxP3+) à l’aide du module HALO.
La variabilité de Teff/Treg peut être facilement appréciée entre les échantillons.
Comment l’étude a-t-elle informé vos résultats et quelle a été l’une de vos conclusions au cours de l’étude ?
Au cours de l’étude, l’approche démontre la puissance effective de l’Histalim Histoprofile® Immunohistochimie multiplex Treg et comment elle sert au mieux à identifier et à quantifier de nombreuses populations de cellules immunitaires sur un seul tissu. Cela révèle un potentiel d’application important pour cette méthode dans un large éventail de tissus dans des contextes cliniques et précliniques.
Des lames simplex ont été colorées pour chaque biomarqueur individuel dans un protocole simplex et comparées à une coupe en série colorée avec le HISTOPROFILE® Panel multiplex TRM La concordance de coloration entre la lame multiplex et les lames simplex a été déterminée par analyse avec HALO® sans déconvolution multispectrale A) Exemple d’image d’une amygdale humaine saine colorée multiplex La co-expression des cinq marqueurs dans le panel CD103 CD69 CD8 CD3 CD49 a peut être appréciée dans le zoom B) Exemples d’images correspondant à la lame multiplex pour CD8 (et la diapositive simplex (et le HALO correspondant® masques identifiant les cellules positives C) Le pourcentage de cellules positives des diapositives simplex (barres bleues) et multiplex (barres violettes) montrant des profils de coloration comparables entre les diapositives. La précision du protocole a été déterminée par analyse de répétabilité intra-série et analyse de reproductibilité inter-série (données non présentées). Crédit d’image : Recherche Cerba
Crédit d’image : Recherche Cerba
Trois échantillons de NSCLC ont été colorés avec l’HISTOPROFILE® Panneau TRM et imagé avec le VECTRA® Les images multispectrales PolarisTM Whole scan ont été analysées avec HALO® A) Exemple du panneau multiplex sur chacun des trois échantillons NSCLC : CD8 (orange) CD103 (vert) CD49a (blanc) CD69 (jaune) CD3 (rouge). Barre d’échelle 40 µm Dans la littérature, les TRM ont été phénotypés par différentes combinaisons des marqueurs utilisés dans le panel Les marqueurs ont été combinés pour analyser différents sous-types de TRM CD8+/CD103, CD8+/CD49a, CD8+/CD69, CD8+/CD103+/CD69, CD8+/CD103+/CD69+/CD49a dans les zones tumorales et non tumorales des trois échantillons humains NSCLC B) Exemples d’images de l’HISTOPROFILE® Panel TRM et les populations individuelles avec l’image fluorescente et les masques cellulaires correspondants pour les différents sous-types de cellules TRM Barre d’échelle 100 µm C) La fréquence des cellules T résidentes en mémoire (CD8+ CD103+) dans la région tumorale (barres bleues) et la zone non tumorale (barres violettes) a été analysée D) La distribution normalisée des différentes sous-populations de lymphocytes T résidents dans les régions tumorales et non tumorales des trois échantillons NSCLC CD8+/CD103+ (bleu) CD8+/CD49a+(violet) CD8+/CD69+(vert pâle), CD8+/CD103+/CD69+(rose) CD8+/CD103+/CD69+/CD49a+(bleu foncé). Crédit d’image : Recherche Cerba
À propos de Cerba Research
Depuis plus de 35 ans, Cerba Research établit la norme de l’industrie en matière de conduite exemplaire d’essais cliniques. Aujourd’hui, sur les cinq continents, en mettant l’accent sur la médecine de précision, nous changeons le paradigme du rôle du laboratoire central dans la recherche clinique complexe.
De la création du protocole au développement et à la mise sur le marché, nos experts passionnés offrent des solutions de laboratoire et de diagnostic spécialisées et personnalisées de la plus haute qualité. Associez-vous à nous pour la stratégie la plus efficace afin d’actualiser plus rapidement vos produits biotechnologiques et pharmaceutiques et d’améliorer la vie des patients dans le monde entier.
